Unsere primären Forschungsziele beziehen sich auf die Untersuchung der folgenden wichtigsten Schritte:
ER-Assemblierung: Untersuchung der molekularen Mechanismen des Zusammenbaus von Homomeren/Heteromeren im endoplasmatischen Retikulum (ER), mit Schwerpunkt auf der Identifizierung von Signalsequenzen in den zytosolischen Regionen.
ER-Export und Trafficking: Aufklärung der Mechanismen, die den Export von Kanalproteinen aus dem ER steuern, einschließlich der Identifizierung von Signalsequenzen und ihrer Wechselwirkungen mit akzessorischen Proteinen.
Retention undChaperone: Untersuchung der Mechanismen, die für die Retention von Kanalproteinen im ER oder Golgi verantwortlich sind, Untersuchung der Rolle von Chaperonproteinen.
Zur Untersuchung von Protein-Protein-Wechselwirkungen (PPIs) setzen wir eine Vielzahl modernster Techniken ein:
BioIDund Massenspektrometrie: Die Verwendung von BioID in Säugetierzellen in Kombination mit massenspektrometrischer Analyse ermöglicht die Identifizierung von Biotin-abhängigen Proteinen in der Nähe.
Membran-Hefe-Zwei-Hybrid-Analyse (mY2H): Anwendung des Split-Ubiquitin-Ansatzes zum Nachweis von Membran-Protein-Interaktionen in der Hefe Saccharomyces cerevisiae.
Trafficking-Assays: Verwendung von Xenopus-Oozyten und Säugetier-Expressionssystemen für umfassende Trafficking-Assays.
Affinitäts-Reinigungs-Massenspektrometrie: Einsatz von affinitätsmarkierten Tags (FLAG, Myc, GFP, HA usw.), um Einblicke in komplexe Wechselwirkungen zu gewinnen.
Konfokaleund TIRF-Mikroskopie: Wir setzen verschiedene Mikroskopietechniken ein, um die intrazelluläre Lokalisation von Proteinen zu erforschen und ihre Trafficking-Dynamik zu verstehen.
CRISPR/Cas9-vermitteltes Gene Editing: Einsatz von CRISPR/Cas9 zur Erzeugung von Knock-in- oder Knock-out-Zelllinien für eingehende Untersuchungen von Proteininteraktionen.
Sleeping-Beauty-Transposon-System: Einsatz des Sleeping-Beauty-Transposon-Systems zur schnellen Erzeugung stabiler transgener Zelllinien, die effiziente Studien zur Genexpression ermöglichen.
